Cas clinique

Nodules à Mycobacterium marinum

Mis en ligne le 01/02/2001

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OBSERVATIONS
M. R..., 70 ans, consulte en décembre 1998 pour nodules récidivants de la main droite.

Les antécédents comportent une hypertension artérielle essentielle traitée par bisoprolol et une hypercholestérolémie traitée par fénofibrate.
On note un tabagisme à dix paquets/année et l’absence de voyage récent à l’étranger.

Fin octobre 1998, le patient se blesse lors d’activités de jardinage au niveau du majeur de la main droite.
Quelques jours après, un écoulement purulent apparaît à l’endroit de la blessure puis, les jours suivants, un œdème de la main droite avec un nodule sur le dos de cette main.
Le patient bénéficie alors successivement de 15 jours de pristinamycine et de 14 jours de cloxacilline sans résultat. Un mois après le début de l’histoire clinique, deux autres nodules apparaissent sur le dos de la main et sur l’avant-bras droits, ce qui motive la venue du patient à la consultation de notre service.

À l’examen, on trouve, chez un patient en bon état général, non immunodéprimé, des nodules inflammatoires, au nombre de quatre, violacés à base lipoïde et de 2 cm de diamètre. Ces nodules sont centrés par des petites lésions purulentes avec suffusion hémorragique sur un trajet linéaire avec une blessure du majeur droit évoquant un aspect sporotrichoïde (voir photo).
La recherche d’adénopathies locales ou à distance est négative.
Les radiographies osseuses ne montrent pas de signe en faveur d’une ostéite.
Nodules inflammatoires sur trajet linéaire lymphatique (aspect sporotrichoïde).
DISCUSSION En pratique courante, devant une infection cutanée par inoculation, il faut discuter différentes étiologies bactériennes : Staphylococcus aureus, Francisella tularensis, Pasteurella multocida, Bartonella henselae, Borrelia burgdorferi et les germes anaérobies. Dans cette observation, nous sommes en présence d’une infection cutanée récidivante dans un contexte de plaie par outil de jardinage avec souillure tellurique possible. Après deux cures d’antibiothérapie à large spectre, on assiste à une extension des lésions avec apparition de nouveaux nodules, le long des trajets lymphatiques (aspect sporotrichoïde), faisant évoquer une infection à mycobactérie atypique, particulièrement à Mycobacterium marinum. L’interrogatoire doit alors être orienté vers la possession d’un aquarium ou vers la fréquentation des piscines. Dans le cas présent, le patient possédait un aquarium. Le patient a bénéficié d’une excision chirurgicale d’un nodule dont l’analyse bactériologique et histologique a confirmé le diagnostic. Suite à cette confirmation, il a reçu une antibiothérapie associant clarithromycine et doxycycline per os pendant six semaines, puis clarithromycine seule pendant quatre semaines, sans nécessité d’intervention chirurgicale ultérieure avec huit mois de recul. COMMENTAIRES Cette observation d’infection à Mycobacterium marinum nous fait revoir ici les différents aspects, tant épidémiologique, clinique, diagnostique, microbiologique que thérapeutique, de cette maladie. ÉPIDÉMIOLOGIE Fréquence Bien que M. marinum soit responsable de 50 % des mycobactérioses cutanées, la fréquence d'isolement de cette mycobactérie paraît faible (1). La prévalence des infections a été évaluée à environ 0,05 pour 100 000 habitants. Les isolements de M. marinum représentent 0,5 % à 0,88 % des mycobactéries isolées au laboratoire aux États-Unis et en France (2). D’après les données du Centre National de Référence (CNR) recensant les cas d’infections à mycobactéries de 1996 à 1998, les infections à M. marinum représentent 0,5 % des infections à mycobactéries (tuberculose comprise). Réservoir M. marinum est responsable, comme M. chelonae et M. fortuitum, d’infection chez les poissons. Cette infection touche tous les poissons d’eaux douces ou salées, mais aussi les dauphins, les tortues, les crevettes, les crabes (3). L’acquisition de l’infection par les poissons se fait habituellement par l’ingestion de nourriture ou de détritus contaminés. Cependant, la transmission entre les poissons par contact direct avec des lésions superficielles est possible. La survenue d’une infection à M. marinum chez l’homme est liée à un contact avec des poissons ou avec de l’eau contaminée par des poissons, dans le cadre d’une activité professionnelle ou d’une activité de loisir. Autrefois, l’infection survenait après des bains en eaux douces ou salées. La dernière observation d’épidémie de “granulome des piscines” en France remonte à 1980 (4). La disparition de ce mode de contamination est liée à une meilleure chloration des eaux de piscine (4). Actuellement, le mode d’infection le plus fréquent est lié à la pratique de l’aquariophilie lors du nettoyage de l’aquarium ou à la manipulation des poissons sans gants de protection ; la “maladie des aquariums” représente donc la majorité des infections à M. marinum (1, 5), comme dans cette observation. Transmission L’infection survient sur une zone préalablement lésée ou à la suite d’un traumatisme mineur dans une eau contaminée, ou lors d’un traumatisme mineur avec des organismes infectés (5). Aucun cas de contamination interhumaine n’a été décrit. Histoire naturelle La période d’incubation est variable, comprise entre quelques jours et quelques semaines. L’évolution se fait vers la régression en quelques mois. Rarement, le granulome persiste plusieurs années. Les formes sporotrichoïdes semblent associées à une évolution plus longue (3). CLINIQUE Atteinte cutanée La lésion siège en regard de la zone d’inoculation. Chez les aquariophiles et les personnes en contact avec les poissons et crustacés, les doigts, les poignets, les avant-bras et les coudes sont les localisations électives, alors que chez les nageurs, les coudes et, dans une moindre mesure, les genoux, les pieds, les mains et le visage (nez) sont préférentiellement touchés (3). La lésion cutanée, indolore, est très polymorphe : papule, nodule, ulcère, laissant parfois sourdre un liquide visqueux purulent. Initialement, la lésion est unique dans 80 % des cas. Dans la moitié des cas, des lésions sporotrichoïdes peuvent se développer sur le trajet du drainage lymphatique du membre atteint après quelques semaines (3). Les lésions peuvent s’ulcérer ou suppurer. Atteinte extra cutanée Les atteintes extracutanées surviennent dans environ 30 % des cas et touchent l’appareil ostéo-articulaire : tendons, gaines synoviales, articulation (6, 7). Les atteintes osseuses sont principalement rapportées dans les formes localisées au dos de la main et des doigts. La recherche d’une atteinte ostéo-articulaire sous-jacente doit être systématique, compte tenu de sa fréquence (7). Atteinte systémique Il n’y a normalement ni fièvre, ni adénopathie (3, 7). De rares cas d’atteintes systémiques ont été rapportés : deux chez des enfants atteints d’hémopathies et deux chez des malades sidéens. L’infection par le VIH ne constitue pas un facteur de risque de développer une infection à M. marinum. Diagnostic différentiel En cas de lésion cutanée isolée, les principaux diagnostics à envisager sont une bartonellose, une tularémie, une nocardiose, une sporotrichose, une pasteurellose, une leishmaniose, une mycose profonde, une tuberculose cutanée, une sarcoïdose, une réaction à corps étranger. En cas de forme sporotrichoïde, on peut discuter toutes les causes de lymphangite nodulaire : leishmaniose, sporotrichose, etc. Analyses histologiques L’examen histologique avec coloration spécifique à la recherche de bacilles acido-alcoolo-résistants (BAAR) est un outil diagnostique important. L’aspect histologique des lésions est variable. En cas de lésions précoces, on observe une réaction inflammatoire non spécifique, composée de polynucléaires neutrophiles, de lymphocytes et de macrophages. L’épiderme est parfois hyperplasique avec hyperkératose et hyperacanthose. À un stade plus tardif, on observe un granulome tuberculoïde avec cellules épithélioïdes en périphérie et nécrose éosinophile centrale, sans nécrose caséeuse. La réaction inflammatoire peut envahir le derme profond et l’hypo-derme. Chez les malades immuno-déprimés, les granulomes peuvent manquer. Les colorations spécifiques (coloration de Ziehl-Neelsen, coloration à l’auramine) visualisent rarement un petit nombre de BAAR. Ceux-ci sont d’autant plus nombreux que les lésions sont précoces. Les colorations spécifiques peuvent être mises en défaut si le nombre de bacilles est inférieur à 104 BAAR par ml de suspension. Les autres colorations (Gram, PAS, Gomori-Grocott) sont utiles par leur négativité. Diagnostic positif La recherche de M. marinum se fait le plus souvent sur des prélèvements cutanés : pus, biopsies cutanées, mais également sur des prélèvements synoviaux, ganglionnaires, etc. Pour les lésions cutanées, il faut de préférence prélever des lésions récentes. Les prélèvements doivent ensuite être recueillis dans des tubes secs stériles et portés le plus rapidement possible au laboratoire. Si l’analyse doit être différée, les prélèvements doivent être conservés à + 4° C. Tous les prélèvements de lésions fermées sont ensemencés directement ou après homogénéisation si besoin. En revanche, les prélèvements provenant de lésions ouvertes doivent subir une décontamination (acide sulfurique à 4 % ou 15 %) avant leur mise en culture afin de les débarrasser des micro-organismes commensaux cutanés. La recherche de BAAR à l’examen microscopique direct est très inconstamment positive dans les infections à M. marinum. Seule la culture permet d’affirmer la présence de M. marinum, et sa sensibilité est de 70 % à 80 % (1). C’est la raison pour laquelle un résultat négatif n’élimine pas le diagnostic, quand le contexte épidémiologique et clinique est évocateur. Dans un contexte d’infection cutanée présumée à mycobactéries, en particulier à M. marinum, il est indispensable d’incuber une partie des tubes de Löwenstein-Jensen à 30° C. En effet, à 37° C, on n’obtient pas ou peu de colonies. Pour pallier la lenteur de culture des mycobactéries sur milieux solides, différentes méthodes de détection rapide de la croissance en milieu liquide ont été développées. La croissance de M. marinum n’a été rapportée que dans un seul de ces milieux, le milieu liquide MGITTM. Dans ce milieu, M. marinum ne cultive pas plus rapidement qu’en milieu solide (11 jours en moyenne à 30° C). MICROBIOLOGIE M. marinum appartient au genre Mycobacterium, à la famille des Mycobacteriaceae et à l’ordre des Actinomycetales. Le genre Mycobacterium regroupe plus de soixante-dix espèces et se définit selon trois caractères principaux : l’acido-alcoolo-résistance, la nature des acides mycoliques, et un contenu élevé en G + C % (61 % à 71 %) de leur ADN, excepté pour M. leprae (55 %) (8). Les mycobactéries sont des bacilles aérobies stricts ou microaérophiles, immobiles, non sporulés. Classiquement, les espèces de mycobactéries sont réparties en trois catégories. Les deux premières comprennent des mycobactéries strictement pathogènes pour l’homme et les animaux : les agents de la lèpre, M. leprae et M. lepraemurium, et les agents de la tuberculose, M. tuberculosis et les autres espèces du complexe tuberculosis, M. bovis, M. africanum et M. microti. La troisième catégorie comprend toutes les autres mycobactéries, dites atypiques, non pathogènes ou pathogènes opportunistes. Runyon a proposé, en 1959, une classification des mycobactéries atypiques selon leur vitesse de croissance et leur pigmentation (9). Quatre groupes ont ainsi été définis : le groupe I des mycobactéries photochromogènes (exemple : M. kansasii, M. marinum), le groupe II des mycobactéries scotochromogènes (exemple : M. gordonae), le groupe III des mycobactéries non chromogènes (exemple : M. avium) et le groupe IV des mycobactéries à croissance rapide (exemple : M. chelonae et M. fortuitum). M. marinum a été décrit sous différents noms : M. piscium, M. playpoecilus, M. anabanti, M. balnei et M. marinum. Ross a démontré en 1960 (10) que toutes ces bactéries étaient identiques et pouvaient être regroupées sous la seule appellation de M. marinum. M. marinum a les caractères classiques des mycobactéries atypiques, c’est-à-dire qu’elle possède une catalase thermostable, un niacine-test négatif et est résistante au PAS. Elle possède aussi les caractères des mycobactéries du groupe I, c’est-à-dire des colonies visibles en plus de 7 jours et, surtout, photochromogènes (pigmentation en orange après exposition à la lumière) (9). Au sein du groupe I, la différence avec M. kansasii se fait sur des caractères biochimiques (nitrate réductase négative pour M. marinum et positive pour M. kansasii), de sensibilité aux antibiotiques (culture en présence de thiacétazone : résistance de M. marinum et sensibilité de M. kansasii) et de réponse aux épreuves d’hybridation moléculaire avec des sondes nucléiques spécifiques (Accuprobe M. kansasii, test GenProbe, Laboratoire Biomérieux). La séquence codant la fraction 16S des ARN ribosomaux offre de nouvelles perspectives d’identification des espèces bactériennes de croissance difficile et peut permettre l’identification de M. marinum (11, 12). Antibiogramme Les techniques d’antibiogramme le plus souvent pratiquées en routine pour M. marinum sont la méthode radiométrique (BACTEC 460 TB, Becton Dickinson), le Etest® et l’antibiogramme par diffusion, bien qu’aucune de ces méthodes n’ait été validée. Cependant, plusieurs points sont à souligner :
  • les résultats de sensibilité in vitro ne sont pas toujours corrélés aux résultats d’activité in vivo (13) ;
  • si la détermination des CMI ne pose pas de problème théorique, l’interprétation en catégorie “sensible”, “intermédiaire” ou “résistant” est empirique, puisque aucune standardisation n’existe (notamment, absence de concentrations critiques définies) ;
  • dans notre expérience, toutes les souches de M. marinum étudiées présentent un profil de sensibilité aux antibiotiques identique, donc probablement un phénotype sauvage (14) ;
  • aucune résistance acquise sous traitement n’a été décrite chez M. marinum.
Il n’est donc pas utile de réaliser un antibiogramme systématique sur les souches de M. marinum, sauf pour les cas de rechute. TRAITEMENT Il n’existe aucun traitement standardisé de cette infection (5). L’appréciation de l’efficacité de tel ou tel traitement est rendue difficile par la guérison spontanée possible (3, 5). L’immunodépression ne modifie pas la prise en charge thérapeutique. La place de la chirurgie dans le traitement des infections à M. marinum est controversée. Pour certains auteurs, l’exérèse chirurgicale peut provoquer l’extension de l’infection aux tissus mous et devrait être limitée aux malades ayant des douleurs persistantes, un écoulement fistuleux, ou ayant reçu une corticothérapie préalable (15). Dans les cas très avancés, l’amputation du segment atteint peut être nécessaire. Dans notre expérience, un tiers des patients ont eu, outre l’antibiothérapie, un traitement chirurgical, mais notre étude ne permet pas de conclure sur les indications de la chirurgie dans les infections à M. marinum (7). Le choix des antibiotiques susceptibles d’être utilisés est restreint par la multirésistance naturelle de M. marinum aux antibiotiques in vitro. Les traitements les plus fréquents sont l’association de rifampicine et d’éthambutol (bien que M. marinum soit résistant in vitro à l’éthambutol) ou les tétracyclines seules ou en association. D’autres traitements ont été utilisés : la rifampicine seule a parfois été prescrite, ainsi que le cotrimoxazole, la clarithromycine seule ou en association avec l’éthambutol, la lévofloxacine, l’amikacine. Par ailleurs, lorsqu’ils ont été administrés avant que le diagnostic d’infection à M. marinum soit établi, l’isoniazide, le PAS, la streptomycine, la ciprofloxacine, les bêtalactamines (Augmentin® ou céphalosporine) ont été le plus souvent inefficaces. La durée du traitement antibiotique n’est pas connue non plus. Dans notre expérience, qui rejoint les données de la littérature, la durée moyenne est d’environ cinq mois, avec cependant de grandes variations (7). Il semble suffisant de prescrire une monothérapie en cas de lésion cutanée simple et nécessaire de prescrire une association en cas d’extension aux tissus profonds, mais aucune étude n’a jamais montré ni la supériorité d’un traitement sur un autre, ni la supériorité des associations sur les monothérapies, ni la durée optimale de traitement. Ces réserves exprimées, en cas de lésion cutanée unique, une monothérapie par une cycline (minocycline 200 mg/j) peut être proposée. En cas de lésions cutanées multiples ou d’atteinte extracutanée, plusieurs associations peuvent être proposées : rifampicine (10 mg/kg) et clarithromycine (1 g/j), ou rifampicine et cycline (minocycline), ou cycline et clarithromycine. La rifampicine ne doit pas être prescrite seule afin de limiter les risques d’émergence de résistance des mycobactéries à la rifampicine. L’association rifampicine-éthambutol, prescrite par analogie avec la tuberculose, ne doit plus être recommandée (M. marinum est résistant in vitro à l’éthambutol). RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES 1. Bonafé J, Grigorieff-Larrue N, Bauriaud R. Les mycobactérioses cutanées atypiques. Résultats d’une enquête nationale. Ann Dermatol Venereol 1992 ; 119 : 463-70. 2. Boisvert H. Mycobactéries identifiées à l’Institut Pasteur de Paris de 1960 à 1972. Ann Soc Belge Med Trop 1973 ; 53 : 233-45. 3. Gluckman S. Mycobacterium marinum. Clinics in Dermatology 1995 ; 13 : 273-6. 4. Dailloux M, Morlot M, Sirbat C. Étude des facteurs intervenant sur la presence des mycobactéries atypiques dans l’eau d’une piscine. Rev Epidemiol Sante Publique 1980 ; 28 : 299-306. 5. Edelstein H. Mycobacterium marinum skin infections. Arch Intern Med 1994 ; 154 : 1359-64. 6. Clark R, Spector H, Friedmann D, Oldrati K, Young C, Nelson S. Osteomyelitis and synovitis produced by Mycobacterium marinum in a fisherman. J Clin Microbiol 1990 ; 28, 11 : 2570-2. 7. Aubry A, Chosidow O, Caumes E, Cambau E. Enquête sur les infections à Mycobacterium marinum en France : 1996-1998. Ann Dermatol Venereol 1999 ; 126 : 2S67. 8. Shinnick T, Good R. Mycobacteria taxonomy. Eur J Clin Microbiol Infect Dis 1994 ; 13 : 884-901. 9. Runyon E. Anonymous mycobacteria in pulmonary disease. Med Clin North Am 1959 ; 43 : 273-90. 10. Ross A, Carp B, Wood J. Mycobacterial infections in adult salmon and steelhead trout returning to the Colombia River Basin and other areas in 1957. US Fish and Wildlife Service Special scientific report on fisheries, handbook n°332. 1959. 34 pages. 11. Feddersen A, Kunkel J, Engel V, Bhakdi S, Husmann M. Infection of the upper extremity by Mycobacterium marinum in a 3-year old boy diagnosis by 16S rDNA analysis. Infection 1996 ; 24, 1 : 47-8. 12. Portaels F, Fonteyne P, Beenhouwer HD et al. Variability in the 3’ end of 16S rRNA sequence of Mycobacterium ulcerans is related to geographic origin of isolates. J Clin Microbiol 1996 ; 34 : 962-5. 13. Wallace R, Brown A, Silcox V et al. Clinical disease, drug susceptibility, and biochemical patterns of the unnamed third biovariant complex of Mycobacterium fortuitum. J Infect Dis 1990 ; 163 : 598-603. 14. Aubry A, Jarlier V, Escolano S, Truffot-Pernot C, Cambau E. Antibiotic susceptibility pattern of Mycobacterium marinum. Antimicrob Agents Chemother 2000 ; 44 : 3133-6. 15. Chow S, Collins R, Pun W. Mycobacterium marinum infection of the hand and wrist. 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centre(s) d’intérêt
Infectiologie